Seahorse细胞能量代谢分析仪实际上只直接测定氧气消耗速率（OCR）和细胞外酸化速率（ECAR）两个指标，该仪器对脂肪酸氧化的检测实质是基于氧气消耗速率的变化来进行等价折算的。具体可以看看我们上次的推文《Seahorse细胞能量代谢分析仪检测脂肪酸氧化（FAO）的理论基础》，属于一种底物氧化压力测试。
我和技术总监讨论过，结论是加不加其实都可以，主打一个开心就好。但我们帮客户检测一般是不加的，主要原因是：加底物会增加操作步骤，甚至要重新摸索底物的加入时间和浓度，增加分组也会导致实验成本升高，再者多个分组就会多个比较，如果组间差异不够大，需要和客户或审稿人浪费时间去解释。
话说回来，如果你们课题组不差钱，Seahorse仪器、相关试剂和耗材随便造，或者某些特定条件下组间差异不理想，建议加上底物（长链脂肪酸或棕榈酸酯；多摸索摸索实验条件），因为这样大概率可以明显上调FCCP加入后的最大OCR值（参考以下示意图），这样或许得到一个更准确或者说全新的结果。
PS：ETO的加入对某些细胞发挥作用的时间较慢，所以我们在做这个检测的时候会把ETO提前加入到相应的分组中，而不是在检测过程中加入，这样可以大大提高实验的成功率。
正常培养条件下氧气消耗主要来自于有氧呼吸，而丙酮酸、蛋白质和脂肪酸通过形成关键分子乙酰辅酶A进入三羧酸循环，消耗氧气给细胞功能，所以通过Eto（etomoxir，乙莫克舍）阻断脂肪酸进入线粒体，阻止其发生β氧化生成乙酰辅酶A，可以相应地减少氧气消耗。与不加ETO的对照组相比，因ETO加入导致的OCR减少的部分即为脂肪酸氧化的水平。但OCR检测得到的是一个动态的折线图，包括了寡霉素、FCCP、鱼藤酮-抗霉素处理前后的不一样的OCR值。我们应该选哪个条件下的OCR值进行组间作差呢？目前普遍做法是用FCCP加入后的最大OCR值，我的理解是，在这种情况下，整个FAO过程才会达到最大化，才能体现目标细胞中FAO的全部实力。不过，如果你就是想看看两组细胞在正常培养状态下FAO的差异，也可以选择两个组的抗霉素加入前的OCR值作差。清楚自己想要什么就行。